用肠道单层连接给药与目标细胞暴露
药物穿过肠道屏障后，目标细胞接触的浓度会随输入和清除而变化。2020 年发表于 Micromachines 的研究，把肠道上皮单层和目标细胞放在微流控芯片的两个通道内，用流动培养液构建上升、下降的药物浓度时程。
上通道培养 Caco-2 细胞，下通道在不同实验中分别培养人肺腺癌 A549 细胞或人肺泡上皮细胞（human pulmonary alveolar epithelial cells，HPAEpiC）。中间多孔膜允许药物转移，同时将两类细胞分开。下通道培养液更新用于模拟药物清除。
先确认肠道屏障与浓度控制
研究比较静态、单向流动和往复流动培养。动态培养 4 天后，Caco-2 形成具有紧密连接的单层；研究结合 ZO-1 染色、跨上皮电阻和荧光葡聚糖通透性检查屏障。往复流动条件的碱性磷酸酶活性较静态培养高，反映上皮分化特征变化。
随后以荧光素检查输入时间、初始浓度和上下通道流量对下通道浓度的影响。下通道流量较高时，撤去荧光素后的浓度下降更快；输入时间延长或初始浓度提高，则增加转移后的浓度。由此可以在同一装置内调节暴露时程。
5-FU 按 12 小时周期反复给药和撤药
药物实验选用 5-氟尿嘧啶（5-fluorouracil，5-FU）。动态组在上通道输入 20 μg/mL 药物 2 小时，然后撤药 10 小时，以 12 小时为周期重复，观察 48 小时。恒定组在同一时间范围持续输入 20 μg/mL。研究从下通道取样，用液相色谱—串联质谱检测实际转移后的药物。
动态组下通道的 5-FU 浓度随每个周期升降，峰值在约 1 μg/mL 附近。两个实验组的供药时长和目标细胞暴露不同：动态组经历给药间隔，持续组则一直有药物输入。芯片把这些差别转化为可测量的浓度—时间数据。
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目标细胞反应随暴露安排改变
48 小时后，研究用活死细胞染色和 CCK-8 细胞活力检测比较 2 种肺细胞模型。持续处理组的细胞活力下降更明显；动态组受到的抑制较弱，与其较低且波动的药物暴露相对应。Caco-2 本身在动态组也保留了较高活力，而持续处理会影响屏障细胞状态。
这些结果来自至少 3 次重复实验。该系统适合观察药物通过肠道屏障后，浓度变化如何影响另一类细胞，并比较供药时长和培养液更新速度。本次以培养液更新实现下降时程，没有同时模拟肝脏代谢与肾脏排泄，也没有配对人体药代数据验证。