保留肿瘤细胞团，缩短类器官药筛准备时间
肺癌患者来源类器官可用于药物测试，但培养和扩增所需的时间可能影响临床使用。清华大学（Tsinghua University）、北京大学（Peking University）等团队在 Nature Communications 报道了一种微孔芯片方法：先保留组织中的细胞团，再用微量培养和前后两次活力测量，在约 1 周内取得药物反应结果。
团队用机械处理取得直径约 40–100 µm 的肿瘤细胞团，经过一夜悬浮培养，再转入 Matrigel。相较于把组织充分消化为单细胞，保留细胞团可减少重新形成三维结构所需的过程，并为随后的短期药筛提供材料。
103 份手术样本中，81 份产生了超过 100 个类器官，达到至少测试 1 种药物的材料要求，比例为 79%。经支气管内超声穿刺取得的 8 份样本中，3 份达到这一数量。结果显示，取材量和取材方式会影响短期测试能否完成。
团队用组织染色和测序比较原肿瘤与类器官。初代模型保留了所检测的主要组织结构、标志物和遗传特征；长期培养时，不同模型的生长和传代能力仍有差别。用于 1 周药筛的初代模型因此单独评价，无需先完成长期扩增。
12 对原肿瘤与初代类器官接受了全基因组比较，主要拷贝数变化和驱动基因变异得到保留。在长期培养的 20 个模型中，有些可快速传代，有些在第 3 次传代前停止生长。短期测试因此可使用初代模型，长期扩增则受各模型传代能力限制。
微孔阵列同时测试多种药物与浓度
InSMAR 芯片由 108 个微孔组成，每孔加入约 5–10 个类器官和少量基质、培养液。微孔间由疏水表面分隔，允许在有限样本量下设置多个给药条件。每种药物使用 8 个浓度，每个浓度设 3 个技术重复；一块芯片可安排 4 种药物。
接种并培养 3 天后，团队用 alamarBlue 测量给药前的代谢活力；药物处理 72 小时后，再测量同一微孔。分析同时校正空白和溶剂对照，结合给药前后的信号变化计算相对活力，避免把初始类器官数量不同直接当作药物反应差异。
研究以浓度—反应曲线及曲线下面积（AUC）概括药物作用。在肺癌细胞系的对照实验中，芯片与常规微孔板得到的曲线接近。团队还观察了药物处理后的组织形态、信号蛋白和细胞周期变化，并用移植瘤来源类器官与相应小鼠试验作进一步比较。
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靶向药与化疗测试均显示患者间差异
团队在 12 个患者来源模型中测试靶向药物。未经酪氨酸激酶抑制剂治疗的样本中，携带敏感 EGFR 变异的模型对吉非替尼较敏感，野生型模型反应较弱。研究还纳入了既往用药后出现耐药的患者模型，比较其体外反应与实际病程。
克唑替尼测试中，携带 EML4-ALK 重排的模型比 2 个 ALK 阴性模型更敏感，半数抑制浓度低 40 倍以上。另一名 EGFR L858R 患者在阿法替尼治疗后出现进展，团队从进展后的淋巴结病灶取材；对应模型对靶向药反应较弱，与患者已出现的耐药相符。
与之比较的另一个 EGFR Del19 模型来自尚未治疗的患者，后续患者接受靶向药后出现部分缓解，模型也呈现较强反应。两个病例帮助研究区分携带敏感相关变异与既往治疗后已形成耐药的不同情形。
化疗实验覆盖 17 个模型，比较顺铂分别与培美曲塞、吉西他滨及多西他赛的组合。不同模型的半数抑制浓度相差可超过 1,000 倍，部分模型对几种方案都反应较弱。给药范围根据各方案的血药峰浓度设置，包含远高于该峰浓度的实验条件。
这些结果同时说明了快速测试的两项用途：观察特定变异与靶向药反应是否一致，以及在同一患者模型内比较多种方案的抑制作用。研究采用相同培养和测量流程，也保留了没有筛出明显有效方案的模型。
有临床资料的 10 个模型均与治疗反应一致
21 个模型接受了药物测试，其中 10 个可以与患者实际使用的方案及治疗反应直接对应，体外结果均与临床反应相符。其余 11 个模型由于治疗方案不同、辅助治疗难以评价或患者尚未接受相关治疗等原因，没有纳入这一比较。
作者提出，下一步需要在设计更完整的临床研究中评价预测敏感性和特异性。当前类器官体系主要反映肿瘤细胞的药物反应；涉及免疫细胞和其他微环境成分的治疗，还需要相应的共培养模型。