分开营养供给区与细胞培养区
日本东海大学（Tokai University）等机构在 Micromachines 报道 O-DMiMD 微流控器件。团队将细胞培养区与营养供给区用透析膜连接，希望在维持细胞培养的同时，减少直接换液对药物暴露的改变。
透析膜的截留分子量为约 14 kDa。葡萄糖等小分子可沿浓度梯度进入细胞培养区，较大分子则较难通过；培养区内部由搅拌式泵循环液体，开放式培养室便于取放细胞和取样。
器件使用 PMMA 和 PDMS 层组合，两个细胞模型室通过通道相连。研究先在无细胞条件下检测膜的传输，再加入人肿瘤和肝细胞模型，逐步比较营养与药物条件。
细胞培养区容积为 1.5 mL，供给区为 1.75 mL。细胞区内有两个可直接取放载玻片式培养载体的开放室，便于在同一循环环境中组合肿瘤细胞与肝细胞，再移出作独立检测。
小分子示踪物与葡萄糖能够跨膜
基础传输实验比较 Lucifer Yellow 和 250 kDa 荧光葡聚糖：较小的 Lucifer Yellow 从供给区逐渐进入另一侧，葡聚糖基本留在起始区域。两种示踪物先在水中测试，用于确认器件的分子尺寸选择性。
培养液中的葡萄糖也从高浓度一侧进入低浓度一侧，约 24 小时后两区浓度趋于接近。团队随后在 A549 与 HepG2 共培养中比较不换液、直接换细胞区液体、仅换供给区液体三种条件。
不换液时，葡萄糖很快下降，A549 增殖较低；另外两种换液条件均维持了较好的增殖。只更换供给区液体，也能向细胞区补充葡萄糖，无需直接更换细胞区液体。
葡萄糖传输的起始条件为供给区 25.0 mM、细胞区 5.6 mM。共培养中只换供给区时，细胞区葡萄糖保持较接近起始水平；直接换细胞区则表现为周期补充，两者都支持了 6 天培养。
SN-38 部分流失，细胞区仍保留持续暴露
SN-38 作为小分子抗肿瘤药物，被加入细胞区至 100 nM。团队在供给区第 2 和第 4 天换液，以液相色谱—串联质谱追踪 6 天浓度变化。
细胞区第 6 天浓度约为起始值的一半，另一侧也持续检出药物。细胞区浓度—时间曲线面积约为假设起始浓度维持不变时的 72.1%，显示暴露会随时间下降。
作者提出蛋白结合可能帮助保留一部分 SN-38。研究没有分别定量游离和结合部分，器件吸附及药物降解也可能影响浓度；这些因素需要继续独立测量。
第 2 和第 4 天换出的供给区液体带走部分 SN-38，累计移出量约为细胞区初始加入量的 46%。培养区的剩余浓度和累计移出量一起说明了这套器件中的跨室迁移过程。
肝细胞模型不同，A549 对 SN-38 的反应也不同
药效实验比较 A549 单培养、与 HepG2 共培养，以及与 HepaRG 共培养。SN-38 处理后，单培养和 HepG2 组合在两种换液条件下的 A549 存活差别不明显。
HepaRG 组合中，只换供给区的 A549 存活高于直接换细胞区并补药的条件。HepaRG 的 UGT1A1 表达也高于 HepG2，作者讨论了药物失活代谢可能带来的影响。
本次分析中的失活代谢物 SN-38G 低于定量限，因此相关机制仍主要依据表达与细胞反应推测。更灵敏的代谢物测量和酶活性检测，是作者提出的下一步工作。
SN-38 可经 UGT1A1 相关葡萄糖醛酸化形成失活代谢物。直接换细胞区时同时补入新药，仅换供给区时则没有补药；这使药物迁移、潜在代谢与补药安排共同影响最终暴露。
大分子药物也受补药方式影响
T-DM1 是靶向 HER2 的抗体偶联药物。团队在 SK-BR-3 乳腺癌细胞中以 0.1 μg/mL 处理 6 天，比较只换细胞区、两区都换、只换供给区三种方式。
只换供给区、不给细胞区补充 T-DM1 时，细胞存活较高；另两组定期补药，细胞存活较低。因此，比较这些条件时，需要同时考虑换液位置和补药安排。
研究没有直接定量 T-DM1 在两区的浓度、细胞摄取或 DM1 释放。作者计划测量这些指标，并连续追踪细胞区的药物浓度，再分析药物暴露与细胞效应的关系。
当前验证主要持续 6 天。后续还需加入氨基酸、乳酸、pH 和氧供等培养环境指标，并扩大药物范围，评价不同分子特征下的传输与保留。
T-DM1 实验用 ATP 信号衡量细胞存活，先相对各自无药参照归一化，再与细胞区换液组比较。不同换液和补药安排下，药物浓度如何随时间变化，还需要直接测量。