把电极固定在双通道培养装置中
器官芯片需要长期培养上皮，而封闭微通道让屏障测量变得困难。美国哈佛大学维斯研究所（Wyss Institute）等团队把电极集成到双通道装置内，使跨上皮电阻（trans-epithelial electrical resistance，TEER）测量的电极位置固定。
装置上、下各有 2 个电极，细胞生长在两通道之间的多孔膜上。电极由薄钛层与金层组成，具有一定透明度，可同时观察细胞。原代人小气道上皮使用 聚对苯二甲酸乙二醇酯（polyethylene terephthalate，PET）膜；Caco-2 肠道上皮版本使用多孔 聚二甲基硅氧烷（polydimethylsiloxane，PDMS）膜。
测量时，一对电极施加小交流电流，另一对记录电位差。固定布局有利于比较相同设计的芯片，减少手工反复插入电极时位置变化带来的差别。
用等效电路分开电阻与电容
团队在不同频率下记录阻抗，再用等效电路拟合液相电阻、上皮电阻和电容相关参数。较低频率主要提供 TEER 信息，较高频率主要反映培养液电阻，中间频段用于提取电容。
培养早期的上皮尚未形成稳定单层，用恒相位元件描述电容行为更合适。气道上皮成熟后，相应拟合参数更接近理想电容；模型因此保留了组织发育过程的信息。
论文以欧姆（Ω）报告电阻。电极边缘外的组织也可能影响信号，有效测量面积并不完全确定，因此这些数值适合在同设计芯片之间比较。换算成面积归一化的电阻时，还需要考虑电场覆盖范围。
气道芯片显示长期屏障形成
团队在 4 个气道芯片中培养原代人上皮。培养第 6 天移除上侧培养液，建立气液界面（air–liquid interface，ALI）；下侧继续灌流供养，流量为 60 μL/h。细胞逐步形成有纤毛和黏液分泌的上皮。
这组芯片培养到第 62 天，其中气液界面持续 56 天。平均 TEER 从建立气液界面时约 500 Ω 升至第 62 天约 1,700 Ω。细胞层电容也随培养增加，在第 22 天后稳定于约 220 nF。
在气道模型的另一组屏障扰动中，2 mM 乙二醇双（2-氨基乙醚）四乙酸（EGTA） 使阻抗在 150 分钟内从约 1,800 Ω 降至 500 Ω。上侧加入时变化较小，随后从下侧加入才出现更明显下降，作者认为上侧黏液层会影响螯合剂到达细胞连接。
气液界面条件下的电学记录，需要在测量期间短暂加入培养液，再恢复上侧空气暴露。长期曲线来自不同时间点的重复测量，每次测量后都重新恢复气液界面。
作者没有观察到薄金、钛电极或测量电流造成的明显细胞行为变化。气道成熟曲线因此提供了同一平台长期追踪屏障的可行性证据。
肠道分化时，电阻下降要结合面积解释
肠道芯片使用 Caco-2 细胞系。5 个芯片的电阻在培养第 3 天达到 4,046±210 Ω，电容为 182±17 nF；第 4 天开始灌流后，细胞进一步分化并形成绒毛样结构。
到第 11 天，电容升至 1,033±269 nF，而电阻逐步降至 867±131 Ω。原文把电容增加与组织表面积增大联系起来；用电容对电阻作修正后，指标在前 4 天增加，此后保持相对稳定。
这个结果说明，分化中的组织形态会影响电学测量。电阻和电容共同观察，有助于区分屏障状态与细胞膜面积的变化，单独看电阻曲线容易遗漏这一背景。
EGTA 破坏屏障后，洗脱使电阻与形态恢复
团队在第 13 天用钙离子螯合剂 EGTA 处理肠道上皮，测试电学信号是否响应细胞连接变化。处理组包含 3 个芯片，对照组为 2 个；处理条件为 5 mM、2 小时。
处理后 20 分钟内阻抗下降约 50%，1 小时下降约 65%，对照保持较稳定。洗脱 EGTA 后继续培养，阻抗恢复到与实验起点没有显著差别的水平，绒毛样结构的边界也重新变清楚。
这项方法同时提供电学与形态对照，适合评价器官芯片上皮的形成、分化和可逆功能扰动。原文提出，它可用于后续药物、毒物或炎症介质引起的屏障变化；当前实测范围仍是培养与 EGTA 扰动。