四个模型代表不同组织，细胞来源并不相同
德国柏林工业大学（Technische Universität Berlin）、TissUse 与 Fraunhofer Institute for Material and Beam Technology 团队在 Lab on a Chip 报道了一种四器官芯片。研究的问题是，多种人源组织能否在共同循环环境中维持足够长的培养时间，支持后续药物吸收、代谢与排泄研究。
肠模型使用预先重建的人小肠上皮组织，肝模型使用 HepaRG 细胞与人原代肝星状细胞形成的球状体，皮肤来自人皮肤活检。肾模型则由 RPTEC/TERT1 人近端小管上皮细胞形成单层。每个模型承担对应组织的一部分功能，不同模型的细胞来源和结构保持区分。
各组织在进入芯片前分别准备，再以不同界面培养。皮肤表面接触空气，肠上皮顶端接触液体，近端小管细胞则位于两种培养液之间的膜上。系统因此把组织所需的局部环境与跨组织循环同时纳入设计。
两条循环通路分开模拟循环侧与排泄侧
芯片采用两个集成微泵：一条通路将培养液依次送到多个组织，代表循环侧；另一条通路位于近端小管上皮的另一面，代表排泄侧。近端小管单层把两种液体分隔，另有肠腔侧的独立液体空间。
循环侧培养液总量为 830 μL，肠腔侧为 250 μL，排泄侧为 600 μL。组织模型按缩小尺度安排，但肝腔上方还需要额外储液，以提供持续营养。肝腔上方的人工储液量为约 650–680 μL；作者计划在进一步改善组织供养后减少这一结构。
研究先测流量与流向，确定两条通路各自的工作条件，再启动组织共培养。循环侧所用条件对应平均流量 2.58 μL/min，全部循环液周转一次约需 5.3 小时；排泄侧约需 10.4 小时。可分别接近组织和液体空间的设计，便于取样检查某一组织的状态，也为后续观察物质在不同腔体间的变化留出测量位置。
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损伤释放和葡萄糖梯度用于检查 28 天培养状态
共培养持续 28 天，每次设置包含 5 个重复。团队测量培养液中的乳酸脱氢酶（lactate dehydrogenase，LDH），跟踪细胞损伤释放；初期读数较高，约 4 天后趋于稳定。作者认为，初期较高的 LDH 可能与小肠组织运输及皮肤取活检造成的细胞损伤有关。
为检查组织对葡萄糖供给的调节，研究每天向 3 个液体池补充高于缩小模型需求的葡萄糖。肠腔浓度较初始培养液至少降低 4 倍，循环侧降至作者所列正常血糖范围，排泄侧保持最低但未降至零。
三处液体空间的葡萄糖浓度在培养期间保持差异。肠腔、循环侧和排泄侧之间的稳定梯度，显示上皮层仍能限制不同液体的混合，并参与葡萄糖运输。团队据此检查屏障完整性及多组织环境的稳定性。
小肠模型的跨上皮电阻（transepithelial electrical resistance，TEER）在共培养期间为 75–195 Ω·cm²，研究还检查屏障蛋白及组织极性。不同终点分别反映损伤、液体分隔和组织状态，作为后续给药前的培养质量信息。
28 天后组织结构与运输、代谢相关表达仍可检测
28 天后，小肠上皮可见刷状缘和最高约 270 μm 的绒毛样结构。肝球状体保持三维形态并呈现 CYP3A4 染色，皮肤保留分层表皮与角质层；近端小管细胞中的钠钾 ATP 酶位于基底侧，符合上皮极性特征。
团队也检测了与运输和代谢有关的基因表达：肠模型包括 SLC5A1 与 MDR1，近端小管模型包括 SLC5A2 与连接相关基因，肝模型包括 CYP3A4、UGT1A1 和 MRP2。肠模型的 MDR1 转录表达略有上升，但未达到显著差异；上述表达检查用于跟踪各组织在共培养期间的运输与代谢相关状态。
CYP3A4 的起始表达较高，与肝细胞进入共培养前的预培养有关；共培养初期下降后才趋于稳定。作者据此建议，在共同培养环境中适应 4 天后再开始物质暴露，以减少早期状态变化对检测的影响。
长期共培养为后续药代与重复暴露试验提供条件
该平台设置了从肠腔到循环侧，再到肝、皮肤及近端小管模型的测量路径。作者计划用它研究物质吸收、组织间分布和代谢，以及重复暴露后的系统效应；本次工作先完成了 28 天共培养状态、屏障和相关表达的检查。
进一步用于药代研究，还要按具体物质测量运输、代谢和清除。作者也指出，肝模型仍缺少与主循环分开的胆汁排出通路。后续给药实验将沿已建立的培养与取样路径，检查具体药物及代谢物在不同组织之间的变化。