肠上皮与原代肝组织先分别培养，再组装
美国雪城大学（Syracuse University）、康奈尔大学（Cornell University）与日本香川大学（Kagawa University）等团队在 Lab on a Chip 报道了一种无外接泵的肠—肝共培养平台。研究把两类组织分别建立，再装入同一微流控系统，重点检查流向控制能否兼顾肠屏障和肝功能。
肠模型由 Caco-2 细胞在多孔膜上形成上皮层，肝模型则在三维支架上共培养人原代肝细胞与非实质细胞。后者包含成纤维细胞、星状细胞、Kupffer 细胞以及内皮和上皮细胞，使肝组织有多种细胞组分共同参与。
两类组织的培养条件和成熟时间不同。肠模型先培养 16 天，肝模型先制备 9 天，随后组合并共培养 14 天。模块化设计允许先在各自环境中建立组织，再评价共享培养液后的状态。
平台往返摇动，组织通路仍保持单向流
系统把肠上皮顶端与基底侧分成两条通路：顶端通路对应肠腔，另一条通路将上皮基底侧与肝组织相连，代表循环侧。多孔膜允许可溶性物质在两侧交换，肝组织接受循环通路中的培养液。
培养液由重力驱动，通道阻力调节流速。平台向一个方向倾斜时，液体经过组织；反向倾斜时，液体沿另一条回流支路返回。被动阀利用毛细作用阻止组织通路逆流，因此平台虽往返摇动，流经组织的方向保持一致。
实测的 60 秒平均流速，循环侧为 20.5±0.7 μL/min，肠腔侧为 24.5±0.9 μL/min。随着液面差变化，瞬时流速也变化；这套设计将组织通路的流向保持一致，供液速度则随平台周期变化。
双向流对照在 48 小时后失去上皮电阻
研究通过集成电极每天测量跨上皮电阻（transepithelial electrical resistance，TEER）。在单向流条件下，肠上皮电阻从组装后的约 250 Ω·cm² 逐渐上升到约 650 Ω·cm²，并在 14 天共培养期间维持屏障表现。
双向流的对照则在运行 48 小时后电阻降为零。作者据此认为，被动阀限制逆流，使上皮受到的剪切方向保持一致，有助于维持屏障。研究也观察到测量间变异，可能与组装时各上皮层的成熟程度不同有关。
这套电极结构经过单独检查：没有肠上皮时，肝支架和肝组织不增加电阻测量值。作者同时提醒，定制电极与商业测量杯的电场不同，其绝对 TEER 数值不能直接比较。屏障结论主要来自同一系统内的时间变化与流向对照。
肝组织保留分泌功能，并响应 CYP 诱导
循环侧培养液中的天冬氨酸氨基转移酶（aspartate aminotransferase，AST）约为 10–17.5 U/L，表明共培养期间肝细胞损伤释放较低。研究还用白蛋白和尿素评价肝组织的合成功能。
白蛋白与尿素在共培养第 3、7、10 和 14 天取样检测。白蛋白用酶联免疫吸附法测量，尿素用显色法测量；结果按培养时间和肝细胞数量归一化，使不同培养阶段可以在同一计量基础上比较。
按每百万肝细胞每天的产量计算，白蛋白约为 3–6 μg，尿素约为 150–200 μg。这两项在 14 天内大体保持稳定，提示共享培养与供液条件支持肝组织继续完成相关合成活动。图中数据点为 3 次独立实验的均值与标准差。
团队还检查细胞色素 P450（cytochrome P450，CYP）酶的诱导响应：分别用 10 μM 利福平诱导 CYP3A4、用 1 μM 3-甲基胆蒽诱导 CYP1A1，各持续 72 小时，并在不同装置上测量相应酶活性。诱导后活性为溶剂对照的约 3.5–5 倍，说明模型能在共培养过程中产生可测量的酶诱导响应。
作者讨论了 Caco-2 可能对测得的酶活性有少量贡献。循环液同时接触肠和肝组织，测量结果用于描述共培养条件下的整体功能响应。
组织比例与体液量仍影响药代应用
平台的器官腔体按人体对应组织缩小设计，但运行仍需要额外培养液。作者指出，液体过多会稀释代谢物；组织内细胞密度也影响单位体积的代谢能力。后续减小额外体液、调整细胞密度，是把共培养结果用于药代推算时要继续处理的问题。
这项工作完成的是肠屏障、肝组织存活、合成和酶诱导的共培养验证。作者将口服药吸收与首过代谢列为后续应用方向：肠腔侧与循环侧的分隔，以及可单独准备和组合的组织模块，为继续加入药物运输测量提供了结构基础。