21 天培养形成用于递送评价的基质环境
英国利兹大学（University of Leeds）、赫瑞瓦特大学（Heriot-Watt University）及合作机构团队使用 PANC-1 胰腺癌细胞系和商业来源人胰腺星状细胞，按 1:3 共培养。细胞置于 5 通道微流控芯片，以基底膜提取物作为初始基质，加入 TGF-β1 培养 21 天，使模型形成较致密的基质环境。
中央培养通道两侧设有基质通道和培养液通道，培养液由静水压储液装置供给。研究关注长期培养后基质对药物接触和作用的影响。
主要药物比较使用 31.25 µM 吉西他滨，处理后 72 小时以 ATP 检测评价培养物活性。该浓度源于团队此前模型评价，用于保留可观察的活性范围。当前研究在同一浓度下比较不同物理递送条件，完整浓度梯度仍是作者提出的后续工作。
单次超声未产生额外药物效果
微泡表面带荧光脂质标记，平均直径约 1.2 µm。团队观察到微泡从培养液通道进入基质和培养区域。单次超声后，培养区荧光阳性面积增加；这反映了微泡及其壳成分的分布变化，为基质受扰动提供间接证据。
加入吉西他滨后，研究分别设置药物单独、药物加微泡、药物加超声及三者共同处理等条件。单次超声持续 5 秒。三者共同处理后的 ATP 检测信号，与吉西他滨单独处理相比没有显著差异；二维培养比较中也没有检出相同条件带来的额外效果。
没有药物时，微泡、单次超声及两者共同处理组的模型活性保持在对照的约 84%、93% 和 90%。这些对照用于区分递送条件本身与药物的作用，重复超声组则采用独立的物理处理对照。
重复超声后的活性变化包含物理处理本身的影响
重复处理条件在 30 分钟内每 5 分钟施加一次超声。培养区荧光阳性面积在开始阶段增加，随后下降。作者认为后期微泡在储液装置内上浮、补充减少，可能参与了这一变化；荧光面积用于追踪微泡壳成分的分布，药物浓度和间质流速尚未直接测量。
72 小时后，重复超声单独处理使 ATP 检测信号较未处理模型降低约 28%，加入微泡后约降低 35%。吉西他滨、微泡和重复超声共同处理组约降低 48%。因此，共同处理结果包含超声与微泡自身对模型的影响，药物部分的贡献需要结合这些对照解释。
重复超声试验各对照组使用 3 个芯片培养物，完整组合组使用 4 个，来自 3 次独立接种。单次试验的不同条件使用 6–12 个芯片培养物。这些重复均来自细胞系共培养芯片。
窄屏可横向滑动查看完整图表。
基质破坏与药物递送机制仍需直接测量
研究支持用较致密的三维基质模型评价物理递送条件，也显示单次与重复处理可得到不同结果。荧光微泡壳分布和 ATP 检测信号提供的是两类观察：前者反映分布，后者反映整体培养活性。ATP 测量没有单独区分 PANC-1 与星状细胞的反应。
作者计划进一步比较药物浓度和超声参数，并以胶原等基质成分的染色检验基质变化。这些测量有助于区分微泡直接影响细胞、基质变化和药物分布各自的贡献。当前结果来自一个细胞系共培养体系，仍需要更广泛的材料及递送机制评价。