编辑细胞在双通道芯片中形成肠–肝体系
日本研究团队在 Scientific Reports 检验基因编辑细胞构建的肠–肝药物评价芯片。肠侧使用 Caco-2 细胞，导入细胞色素 P450（CYP）中的 CYP3A4 及 POR、UGT1A1、CES2，并敲除 CES1；肝侧 HepG2 细胞导入 CYP3A4、POR、UGT1A1 及另外 4 种 CYP 相关基因。编辑细胞的建立来自团队此前工作，本研究将它们组合到芯片中。
聚二甲基硅氧烷（PDMS）芯片的上下通道以 3 μm 孔径膜分隔。团队先培养肠细胞 10 天，再在下侧接种肝细胞，继续培养 4 天。培养阶段保持静态，药物测试时才启用 0.1 周期/分钟的摇台，产生往返流动；参照包括未编辑细胞芯片和静态条件。
编辑芯片保留肠屏障相关染色和低荧光示踪物通透。肠–肝共同培养并未显著增加两类细胞的代谢相关基因表达，药物结果主要用于检验已有编辑细胞在联合装置中的吸收和转化。
母药转移和代谢产物分别测量
研究分别在肠侧加入对乙酰氨基酚、咖啡因、三唑仑和双氯芬酸各 10 μM，或布福洛尔、普萘洛尔各 1 μM。2、4、24 和 48 小时采集两侧培养液，以液相色谱–串联质谱定量母药和相应代谢产物。
流动条件使更多母药进入下侧通道。三唑仑和普萘洛尔在编辑芯片中的晚期母药浓度低于未编辑参照；双氯芬酸的母药浓度则未出现显著编辑组差别。空载芯片试验还显示，三唑仑、布福洛尔和普萘洛尔会明显被 PDMS 吸附，而其余 3 种药物的吸附较小。
流动编辑芯片中，三唑仑、双氯芬酸、布福洛尔与普萘洛尔的 4 种对应代谢产物高于流动未编辑参照。不过，编辑芯片上侧的 4-羟基双氯芬酸在静态条件下反而高于流动条件。
用酶抑制剂检验三唑仑代谢变化
团队先在肠侧加入 10 μM 伊曲康唑或 10 μM 佛手柑素，预处理 24 小时，再加入 10 μM 三唑仑。两种干预均使 24 和 48 小时的母药浓度升高，同时降低两侧的 α-羟基三唑仑。这一配对变化支持用该装置检测 CYP3A4 相关抑制效应。
佛手柑素是葡萄柚中的一种成分，该试验检测的是这一单独化合物。药物及代谢物图主要以 3 或 4 个芯片为重复单位。
该体系提供联合通透与代谢测量，但亲脂性药物的 PDMS 吸附可能影响母药与产物定量，肝侧 HepG2 也只形成部分汇合细胞层。当前装置的表面积和最长 48 小时测试时程与人体口服吸收过程不同，尚未建立临床暴露量的定量预测。